Réplica

Scientific Reports volumen 12, número de artículo: 14497 (2022) Citar este artículo

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La biomimización de tejidos y órganos nativos requiere el desarrollo de hidrogeles avanzados. El modelado de las superficies de hidrogel puede mejorar la funcionalidad celular y la eficacia terapéutica de los implantes. Por ejemplo, el nanomodelado de la superficie de la lente intraocular (LIO) puede suprimir la regulación positiva de las proteínas del citoesqueleto (actina y actinina) dentro de las células en contacto con la superficie de la LIO y, por lo tanto, prevenir cataratas secundarias que causan visión borrosa u opaca. Aquí presentamos un método rápido y eficiente para fabricar matrices que constan de millones de nanoestructuras individuales en la superficie del hidrogel. En particular, hemos preparado los nanopilares distribuidos aleatoriamente sobre hidrogel de poli (metacrilato de 2-hidroxietilo) utilizando moldeo de réplica y mostramos que el número, la forma y la disposición de las nanoestructuras son totalmente ajustables. La caracterización mediante microscopía de fuerza atómica reveló que todos los nanopilares tenían una forma similar, una distribución de tamaño estrecha y no presentaban defectos significativos. En litografía de impresión, elegir la composición de hidrogel adecuada es fundamental. Como los hidrogeles con nanoestructuras impresas imitan el entorno celular natural, pueden encontrar aplicaciones en la investigación de la biología celular fundamental; por ejemplo, pueden ajustar la unión celular e inhibir o promover la agrupación celular mediante una disposición específica de nanoestructuras protrusivas en la superficie del hidrogel.

Los materiales de hidrogel compuestos de cadenas poliméricas reticuladas hidrófilas se utilizan ampliamente en ingeniería de tejidos debido a su capacidad para absorber y retener una gran cantidad de agua mientras mantienen su estructura de red tridimensional insoluble1. La biocompatibilidad de los hidrogeles se ha investigado ampliamente con respecto a su uso en la industria biomédica desde el trabajo pionero de Wichterle y Lim en 19602. Los hidrogeles de polímeros naturales proporcionan varias ventajas, como biocompatibilidad, degradación controlada por células e interacción celular intrínseca3. Sin embargo, tienen una gama limitada de propiedades mecánicas. Por el contrario, los polímeros sintéticos se pueden preparar con estructuras y funciones controladas con precisión, aunque su degradabilidad limitada en condiciones fisiológicas y sustancias químicas tóxicas puede presentar inconvenientes4. Uno de los hidrogeles sintéticos más estudiados está basado en poli (metacrilato de 2-hidroxietilo, PHEMA). Este polímero se sintetiza a partir del monómero precursor metacrilato de 2-hidroxietilo (HEMA) mediante una polimerización de radicales libres iniciada térmica o radiativamente (gamma, UV, luz azul)5. PHEMA es un material de hidrogel hidrofílico transparente, biocompatible, no tóxico, no degradable, no adhesivo, con una resistencia mecánica alta y ajustable6, y se aplica en el campo de la biomedicina, particularmente en oftalmología, especialmente como lentes de contacto e intraoculares7.

A lo largo de los años se han desarrollado muchos avances y modificaciones de hidrogeles que utilizan el hidrogel PHEMA para diversas aplicaciones biomédicas8. Una de las áreas de aplicación esenciales es la administración de fármacos, proteínas o células para la ingeniería de tejidos9. PHEMA se puede inyectar directamente en el cuerpo y es mínimamente invasivo10. El fármaco suele estar encapsulado dentro de un hidrogel11. La microporosidad de los polímeros de hidrogel también se puede utilizar para controlar la difusión de especies moleculares dentro y fuera del interior del hidrogel. Por ejemplo, el ajuste del tamaño de malla del polímero puede dar como resultado la exclusión selectiva del tamaño de proteínas y otros contaminantes no deseados en aplicaciones terapéuticas y de diagnóstico12. Otra aplicación destacada de los hidrogeles es la incorporación de factores de crecimiento (endotelial vascular, fibroblastos básicos, proteínas morfogenéticas epidérmicas y óseas) en PHEMA, promoviendo la formación de vasos sanguíneos13. La nanoestructuración de la superficie proporcionaría una gama de nuevas posibilidades de aplicación, por ejemplo, suprimir la formación de proteínas del citoesqueleto14 en la superficie de la lente intraocular (LIO), lo que podría inducir su cambio de transparente a opaco. Confirmar esta hipótesis será esencial para producir una LIO resistente a las cataratas secundarias. Sin embargo, es necesario desarrollar metodologías escalables para producir grandes superficies con bajos costos que permitan estas aplicaciones.

Los métodos de litografía combinados con moldeo de réplica (también llamado moldeo por fundición) permiten imprimir la estructura estampada desde un molde sólido a una superficie de hidrogel durante su preparación15,16; Las características negativas y positivas del molde dan como resultado protuberancias o poros. Otro método de modificación de la química del hidrogel y la topografía de la superficie se puede lograr mediante láser excimer17. El tratamiento de modificación con láser permite cambios en las propiedades fisicoquímicas de la superficie; por ejemplo, las estructuras inducidas por láser pueden controlar la citocompatibilidad o aplicarse como sustratos antibacterianos y en sistemas de detección basados en plasmónicos18. Las protuberancias de hidrogel pueden alterar la topografía de la superficie, que imita el entorno in vivo de la célula e influye en la unión celular o proteica19. Una superficie tan modificada permite estudiar las interacciones célula-material20.

Este artículo informa sobre la fabricación de patrones nanoestructurados en el hidrogel PHEMA que consta de nanopilares distribuidos aleatoriamente, invisibles para el ojo humano. Empleamos un haz de iones enfocado (FIB) para fabricar un molde de sello con la matriz de nanopilares deseada y transferimos el patrón al hidrogel usando un moldeo de réplica. El método de fabricación empleado es rápido y reproducible. También analizamos las composiciones de mezclas de hidrogel adecuadas para imprimir y describimos las dimensiones de los nanopilares para diferentes patrones, y hemos aplicado un amplio conjunto de técnicas analíticas para demostrar que el hidrogel nanoestructurado conserva sus propiedades favorables para aplicaciones oftálmicas. Este estudio amplía las posibles aplicaciones de los hidrogeles modificados, que podrían usarse en oftalmología como lentes intraoculares resistentes a cataratas.

Como molde, hemos seleccionado un trozo de silicio (1 × 1 cm2) cortado de una oblea de silicio dopada con boro orientada (100) que comprende una capa de óxido nativo de 1 a 2 nm de espesor (compañía Sil'tronix). Los moldes de silicio se fabricaron utilizando un haz de iones enfocado en el instrumento LYRA3 FIB-SEM (TESCAN), utilizando iones de galio de 30 keV (corrientes del haz de 160 pA y 42 pA). Los parámetros del patrón del molde se definieron mediante el script personalizado (consulte Información complementaria para obtener una descripción detallada del script). Los patrones del molde de silicio se caracterizaron mediante SEM dentro del mismo instrumento utilizando un voltaje de aceleración de 5 kV y una corriente de haz de 160 pA.

El hidrogel de poli (metacrilato de 2-hidroxietilo) (PHEMA) se preparó utilizando fotopolimerización de metacrilato de 2-hidroxietilo (HEMA) (pureza ≥ 99%, Sigma-Aldrich). Para la polimerización se utilizó dimetacrilato de etilenglicol (EGDMA) (pureza 98%, Sigma-Aldrich) como agente reticulante y 2,2-dimetoxi-2-fenilacetofenona (DMPA) como fotoiniciador (pureza 99%, Acros). Orgánicos). El agua ultrapura empleada (tipo 1 según ISO 3696) se preparó utilizando un sistema de purificación Millipore (MilliQ Academic, Millipore, Francia).

La morfología y las dimensiones de las características fresadas y los patrones impresos en el hidrogel se midieron utilizando el microscopio de fuerza atómica (AFM) Bruker Dimension Icon con una punta ScanAsyst en modo de contacto en el aire (punto de ajuste de fuerza máxima 2 nN, ganancia de retroalimentación 15, tamaño de escaneo 5). × 5 μm2, 512 × 512 píxeles). Los datos medidos de AFM se procesaron mediante enfoques comunes implementados en el software Gwyddion21. Las imágenes corregidas se utilizaron para determinar la profundidad y la altura de las nanoestructuras directamente en Gwyddion y su diámetro utilizando el software ImageJ22.

La espectroscopía fotoelectrónica de rayos X (XPS) de los hidrogeles secos se midió utilizando el Kratos AXIS Supra empleando radiación Al Ka monocromatizada (corriente de emisión 15 mA). Los fotoelectrones se recogieron en geometría de emisión normal con la lente magnética encendida. Los espectros generales se adquirieron con una energía de paso de 80 eV con un paso de energía de 1 eV. Se midieron espectros fotoelectrónicos detallados empleando una energía de paso de 20 eV con un paso de energía de 0,1 eV. Se utilizó un cañón de inundación de electrones para neutralizar la carga; el cambio inducido por la carga se corrigió a la energía de enlace de 285,0 eV del componente principal del pico C 1 s23.

La espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier (FTIR) se realizó en muestras secas de hidrogel PHEMA dentro y fuera del nanopatrón utilizando Hyperion 3000/Vertex (Bruker). La reflectancia se midió en un rango de número de onda entre 4000 y 600 cm-1 con 128 escaneos por muestra y con una resolución de 4 cm-1 en condiciones de aire ambiente.

Las mediciones de dispersión de rayos X de gran ángulo (WAXS) se realizaron en un instrumento Rigaku Smartlab 3 equipado con un ánodo de Cu giratorio y una configuración de haz paralelo para producir radiación Cu Kα (λ = 0,1541 nm); el orificio de 0,3 mm y el colimador de 0,2 mm restringen el tamaño del haz a aproximadamente 0,3 mm de diámetro. Los datos se recopilaron utilizando un detector bidimensional de matriz activa HyPiX-3000 colocado a 150 mm de la muestra. WAXS se midió en la geometría de transmisión. Se midieron difractogramas bidimensionales de cada área de escaneo. La intensidad de los difractogramas se recalculó mediante integración azimutal para obtener un perfil radial unidimensional. El espaciado se determinó a partir de la ley de Bragg24, que utiliza posiciones de pico identificadas a partir de los perfiles. Los espectros de 0 a 10° no se incluyeron porque estaban influenciados por un gran error causado por la dispersión del aire.

La transmisividad de la luz se estudió en el modo de campo brillante utilizando un microscopio Nikon Eclipse Ti equipado con un objetivo LU Plan Fluor 10 × NA 0.3, un iluminador halógeno de luz blanca, una cámara microscópica Jenoptic Progres MF y un software NIS (Nikon).

El ángulo de contacto con el agua de la superficie del hidrogel se midió y evaluó mediante el See System E (Advex Instrument sro) utilizando el software See System for Surface Energy Measurement. Se aplicaron gotas de agua (5 µl) desde la microjeringa sobre hidrogel de PHEMA seco y purificado. Se repitió una medición doce veces para obtener suficientes estadísticas. Se pueden encontrar análisis adicionales de las muestras secas de PHEMA dedicadas al ángulo de contacto con el agua en Información complementaria.

Este trabajo tiene como objetivo obtener una superficie de hidrogel con conjuntos de nanopilares distribuidos aleatoriamente de dimensiones específicas mediante moldeo de réplicas. Como molde hemos empleado un trozo de silicio con una capa de óxido nativo de 1 a 2 nm de espesor. Una oblea de silicio es un sustrato plano, bien definido, libre de contaminación y asequible. El molde consta de agujeros circulares de varias decenas de nanómetros de profundidad como característica básica; Estos agujeros se reproducirán como nanopilares en el hidrogel. Hemos fabricado un conjunto de muestras con diversos parámetros de pulverización (dosis de iones, corriente del haz y tiempo de molienda) para evaluar la idoneidad del molde. En base a estas pruebas, hemos seleccionado dos moldes de sellos funcionales. El primero tiene un área de 540 × 540 µm2 y comprende 1.361.700 elementos fresados utilizando una corriente de haz de 160 pA (tiempo de fabricación 15 h). El segundo molde presenta dos matrices de 90 × 90 µm2, cada una de las cuales consta de 37,825 características de distintos tamaños fabricadas utilizando corrientes de haz de 42 pA y 160 pA, respectivamente, con un tiempo total de fabricación de 1 h. La corriente de haz más pequeña normalmente implica dimensiones fresadas más pequeñas de las características; por lo tanto, por simplicidad, denotamos 42 pA como características pequeñas y 160 pA como características grandes. La descripción general y las imágenes detalladas adquiridas por SEM (5 kV, 160 pA) de los moldes se muestran en las Figs. 1a, by 2. Un marcador en forma de flecha (150 × 150 µm2) permitió una fácil localización óptica de los patrones.

(a) Descripción general de la matriz con nanomodelos con un área de 540 × 540 µm2 que consta de 1.361.700 agujeros en el molde de silicio. (b) La vista detallada del conjunto de agujeros grandes (30 kV, 160 pA) (barra de escala de 1 µm). Las imágenes fueron adquiridas por SEM (5 kV, 160 pA).

(a) Molde de silicio con marcador en forma de flecha y dos matrices de 90 × 90 µm2, cada una de las cuales consta de 37.825 orificios (barra de escala de 100 µm). (b,c) Vista detallada de matrices de (b) orificios pequeños (30 kV, 42 pA) y (b) grandes (30 kV, 160 pA) (barras de escala de 1 µm). Las imágenes fueron adquiridas por SEM (5 kV, 160 pA).

Un punto crítico para la litografía de moldes es el uso de un hidrogel con propiedades que garanticen suficiente hinchamiento, estabilidad hidrolítica y, lo que es más importante, fácil despegado del hidrogel del molde de Si sin dañar tanto el hidrogel como el molde. Para obtener el comportamiento requerido, se investigó el efecto de la composición preparando mezclas de HEMA en diferentes proporciones en peso (Tabla 1). Se prepararon, analizaron y probaron cuatro composiciones de hidrogeles de PHEMA (H1, H2, H3 y H4) con distintas concentraciones de EGDMA y HEMA. La dependencia de la relación de hinchamiento de cada hidrogel se presenta en la Fig. 3. La menor cantidad (0,25% en peso) de EGDMA en la mezcla H3 conduce a una menor densidad de la red polimérica y, en consecuencia, a una mayor absorción de agua y una incapacidad del hidrogel para mantener su forma y contenido de agua originales. Por el contrario, la mezcla H4 tenía una mayor concentración (1,20% en peso) de EGDMA, lo que lleva a un menor hinchamiento debido a la mayor densidad de la red polimérica. Sin embargo, el hidrogel no pudo mantener el equilibrio hídrico: la retención de agua mostró una tendencia decreciente (el contenido de agua disminuyó en un 3 % entre 7 y 42 días), lo que no es adecuado para la aplicación a largo plazo de LIO. Las mezclas H1 y H2 con 0,85% en peso de EGDMA alcanzan suficiente hinchamiento y estabilidad del hidrogel después de tres días (H1) y siete días (H2) con una relación de hinchamiento de hasta 0,5 en comparación con el peso original.

Proporción de hinchamiento de las mezclas de hidrogel H1 (negro), H2 (rojo), H3 (azul) y H4 (verde). Los puntos medidos están conectados por líneas auxiliares para guiar el ojo.

Ambas mezclas se reticularon en el molde, se hincharon en agua ultrapura y se despegaron. Descubrimos que el H2 no forma una superficie nanoestructurada de alta calidad y, además, quedan residuos de PHEMA en la superficie del molde. El hidrogel H2 es más blando que el H1 debido al mayor contenido de agua en la mezcla de polímeros; Como resultado, las nanoestructuras preparadas no mantuvieron su forma. El molde se limpió de residuos de H2 vertiéndolo en una mezcla de agua y etanol25 durante unas horas. Las nanoestructuras fabricadas a partir de la mezcla H1 eran relativamente rígidas y no quedaban residuos en el molde; por lo tanto, todos los experimentos siguientes se realizaron en la mezcla H1.

La superficie nanoestructurada de PHEMA se fabricó utilizando un molde de silicio con un patrón litográfico. Primero, se añadió el fotoiniciador DMPA con una concentración determinada (ver Tabla 1) al monómero HEMA. Luego se añadió el agente reticulante EGDMA y agua ultrapura; la mezcla resultante se agitó hasta que se obtuvo un líquido homogéneo. Luego se vertió la solución sobre el molde de Si y se irradió con radiación UV (longitud de onda 365 nm, potencia 36 W) durante 10 minutos en condiciones ambientales usando una lámpara UV colocada a 15 cm de la muestra. La longitud de onda se eligió en base a la alta absorción de la radiación por el DMPA a 365 nm26; Nuestros datos experimentales muestran que la reticulación adecuada del polímero del hidrogel se logró después de 10 minutos de irradiación. Después de la irradiación, el hidrogel PHEMA se sumergió en agua ultrapura para eliminar los residuos que no reaccionaron; el hidrogel se retiró del ambiente acuático y su superficie se limpió suavemente con papel de filtración. Posteriormente, el hidrogel se sumergió en agua fresca ultrapura durante otros dos días para eliminar los componentes restantes que no reaccionaron. Cuando el hidrogel PHEMA no se utilizó para el experimento, se almacenó en el ambiente acuático; Después de cada experimento, el agua fue reemplazada por una carga nueva.

Hemos caracterizado los moldes fabricados y las superficies PHEMA prístinas y nanoestructuradas empleando un conjunto de métodos analíticos. AFM determinó los tamaños de los agujeros en el molde y los nanopilares del hidrogel. En la Fig. 4 se muestra el molde de silicio medido con un área pulverizada de 540 × 540 µm2 que consta de grandes agujeros, y en la Fig. 5 se pueden ver las matrices de nanopilares grandes y pequeños en muestras de hidrogel. Cuando se tomó el hidrogel de un ambiente líquido, inmediatamente comenzó a encogerse; por lo tanto, tuvo que secarse parcialmente para alcanzar una composición y un tamaño estables, lo que permitió realizar mediciones de AFM sin una deriva significativa. El proceso de secado con la medición de AFM tomó dos horas en total. Otro requisito para el AFM es una superficie plana. Para la medición de la muestra de referencia, la superficie plana se obtuvo dando forma a la mezcla de hidrogel empleando la caja rectangular de plástico como molde.

Imagen AFM detallada de un molde de silicio con una matriz formada por grandes agujeros.

Imágenes AFM de los nanopilares impresos (a) grandes y (b) pequeños en el hidrogel.

Todos los nanopilares medidos eran aproximadamente circulares; por lo tanto, su diámetro podría calcularse a partir de su área usando la ecuación del área del círculo. Las áreas de nanopilares se determinaron utilizando el procedimiento de umbral implementado en el software ImageJ; El umbral se estableció en 89% y 94% de la altura total para nanopilares grandes y pequeños. Los parámetros de los pilares/agujeros individuales se procesaron estadísticamente con un nivel de confiabilidad del 95%. Observamos que la parte superior del agujero y la parte inferior del pilar son significativamente más anchas que el resto del nanopilar como resultado de la presencia de un ensanchamiento significativo del perfil del haz FIB por la cola exponencial de baja intensidad27,28; por lo tanto, este procedimiento debe realizarse con cuidado. La profundidad del orificio en el molde de silicio y la altura del nanopilar impreso obtenida a partir de los datos del AFM se muestran en las Tablas 2 y 3. Las profundidades de los orificios grandes y pequeños en el molde del sello fueron consistentes y coincidieron con los valores calculados, como se muestra en la Tabla 2. Los cálculos teóricos se describen en la Información complementaria.

La Tabla 3 muestra los resultados del AFM de las dimensiones medidas de los nanopilares en la muestra de hidrogel recién preparada (etiquetada como fresca) y los resultados de la misma muestra medida después de cuatro días, durante los cuales la muestra se almacenó en agua destilada para evitar que se seque. (etiquetado como usado). La muestra utilizada también se secó parcialmente antes de cada medición de AFM, como se describió anteriormente.

El análisis químico de PHEMA seco se realizó utilizando XPS y FTIR. Los espectros de fotoelectrones de las muestras de PHEMA muestran los picos de carbono C 1 y oxígeno O 1 esperados para PHEMA; además, están presentes pequeños picos de nitrógeno N 1s y silicio Si 2p y 2s (Fig. 6a). Los picos de silicio probablemente se originan en el molde del sello de silicio y los N 1 del entorno durante el tratamiento con hidrogel. Nos centramos en el C 1 porque es el más informativo para la caracterización química de polímeros basados en HEMA. Determinamos cinco componentes del pico en el pico C 1s, en referencia a los grupos típicos presentados en PHEMA23,29,30,31,32. Comparamos los espectros de fotoelectrones medidos en la superficie no modificada (Fig. 6b) y con nanopatrones (Fig. 6c). Como no hubo diferencias observables, llegamos a la conclusión de que la modificación del hidrogel PHEMA no tiene una influencia mensurable en la composición química resultante.

Espectros de fotoelectrones de la superficie seca de PHEMA con los componentes mostrados en (a) el espectro de estudio y los espectros detallados de C 1s de (b) superficie no modificada y (c) modificada con componentes instalados.

Se empleó el análisis FTIR para identificar enlaces químicos dentro de las muestras de PHEMA. Los espectros FTIR de la superficie del hidrogel sin modificar y con patrón se muestran en la Fig. 7. Determinamos los grupos metileno, carbonilo e hidroxilo característicos que se presentan comúnmente en los hidrogeles PHEMA33. Los espectros comprendían bandas de vibración de estiramiento –OH a 3590 cm–1 con una intensidad más baja y un ligero desplazamiento de banda hacia las frecuencias más altas causado por la deshidratación de PHEMA antes de la medición34. Las vibraciones de estiramiento de C – H aparecieron alrededor de 3975 y 2890 cm-1; el estiramiento de C=O se observó a 1740 cm-1, y la banda de absorción de C-O característica de PHEMA se observó con picos a 1290 cm-1, 1197 cm-1 y 1094 cm-1. Todos los datos registrados en los espectros confirmaron que la composición química en la superficie estampada y sin modificar es idéntica.

Espectros FTIR de las muestras PHEMA de hidrogel seco en la superficie no modificada (Superficie) y con nanopatrón (Patrón).

Utilizamos dispersión de rayos X (WAXS) para estudiar la estructura atómica de las muestras secas de PHEMA no cristalinas. En el modo de transmisión, escaneamos toda la muestra para ver cualquier cambio en los espectros asociados con el nanopatrón. Identificamos anillos de Debye isotrópicos en difractogramas bidimensionales (ver Información complementaria) y los reducimos a perfiles radiales mediante la integración azimutal de la intensidad. En los espectros (Fig. 8), observamos tres picos amplios ubicados a 17,8°, 30,4° y 41,1°, correspondientes a espaciados d (0,50 ± 0,03) nm, (0,29 ± 0,01) nm y (0,22 ± 0,01). ) nm, respectivamente. Los primeros dos picos son similares a los resultados con el material PHEMA35, donde el primer pico se atribuyó al polímero, mientras que el segundo se atribuyó a la distribución de pares de moléculas de agua.

Perfil de intensidad radial obtenido de la medición WAXS de la muestra de hidrogel PHEMA seca. Las posiciones de los picos están marcadas por líneas verticales.

Para evaluar la biocompatibilidad, cultivamos fibroblastos humanos en la superficie del hidrogel PHEMA (se muestran tres células en la Fig. 9a). Los fibroblastos no mostraron ningún signo que pudiera indicar la presencia de citotoxicidad del sustrato durante los cuatro días de observación a través del microscopio. La imagen de fluorescencia del fibroblasto se muestra en Información complementaria.

Superficie de hidrogel con fibroblastos humanos cultivados (barras de escala de 100 µm). La imagen de contraste de fase (a) muestra la superficie con la matriz de nanopilares (rectángulo blanco); la forma de flecha pulverizada (ver Fig. 1) está cubierta por la celda marcada por el rectángulo amarillo. La imagen (b) muestra el detalle del área (rectángulo verde) que consta de una superficie de hidrogel no modificada (mitad superior) y un nanopatrón (mitad inferior) con la imagen de campo brillante correspondiente que se muestra en (c).

Para evaluar la transmisividad de la luz, nos centramos en la superficie del hidrogel con nanomodelos y medimos la intensidad de la luz promedio en cuatro regiones de interés (32 × 32 píxeles) dentro del área nanoestructurada y cuatro en el exterior (marcas rojas y azules en la Fig. 9b). La intensidad media en escala de grises fue 6851 ± 46 (1 DE) para la superficie nanoestructurada y 6786 ± 72 para la superficie de referencia: no hubo diferencias significativas entre las mediciones en el área con nanopatrones y en el exterior (valor P de prueba t = 0,17). El posible pequeño aumento estaría en línea con los conceptos teóricos según los cuales las partes oblicuas de las superficies reducen los reflejos y, por lo tanto, aumentan la transmisividad36. Por lo tanto, llegamos a la conclusión de que el nanopatrón introducido no influye en la transmisividad del hidrogel PHEMA. Además, los nanopilares no son visibles en el campo brillante o incluso en imágenes de contraste de fase (adquiridas con la lente objetivo Plan Fluor 10 × NA 0.3 Ph1) como se esperaba (Fig. 9c).

La repetibilidad del proceso del molde estampado se comprobó preparando diez muestras de hidrogel estampadas, y las matrices estampadas resultantes seguían siendo las mismas. El factor crucial para una buena repetibilidad es tener componentes bien equilibrados en la mezcla de hidrogel que no dejen residuos en la superficie del molde. Determinamos la mejor proporción de componentes (etiquetada como H1 en la Tabla 1) como 92,47 % en peso para el monómero HEMA, 5,50 % en peso para agua ultrapura, 0,85 % en peso para EGDMA y 1,18 % en peso para DMPA. Los otros hidrogeles H2-H4 considerados no eran adecuados para nuestra aplicación por varias razones, incluida la incapacidad de mantener la forma original, la formación de nanopilares imperfectos en la superficie o la incapacidad de mantener el volumen de agua en el tiempo.

El diámetro de los nanopilares de hidrogel permanece casi igual para la muestra fresca (95% pequeña, 102% grande del diámetro de los agujeros reales) y la muestra usada (90% pequeña, 90% grande del diámetro de los agujeros reales). Las profundidades de los agujeros medidas en el molde corresponden a los valores obtenidos teóricamente (la diferencia es de aproximadamente el 16%). Por el contrario, la altura de los nanopilares de hidrogel pequeños y grandes recién hechos es del 74% y el 49% de la profundidad real de los orificios en el molde, probablemente porque la mezcla de hidrogel no llena los orificios del molde por completo. Además, el hidrogel fresco pierde agua en condiciones ambientales y reduce su tamaño. Por lo tanto, la muestra utilizada mostró una disminución de aproximadamente un 22,5% en la altura y un 8,5% en el diámetro de los nanopilares en comparación con la muestra nueva. Además, la reducción de tamaño es parcialmente irreversible ya que el hidrogel usado no pudo recuperar completamente en agua su tamaño anterior.

Hemos evaluado y comparado las propiedades mecánicas y químicas del hidrogel PHEMA con nanomodelos con el no modificado. No encontramos ninguna reducción en la transmisividad de la luz, la transparencia o la reducción de la biocompatibilidad. Por lo tanto, el nanopatrón no tiene ningún efecto perjudicial en las aplicaciones oftálmicas. Será necesario realizar más trabajos experimentales para evaluar el efecto del nanopatrón en las células cultivadas en su superficie.

En resumen, hemos fabricado una serie de nanopilares en la superficie del hidrogel empleando el molde de silicio fabricado por FIB para la impresión. Hemos utilizado los moldes para producir una superficie de hidrogel con 1.361.700 nanopilares colocados aleatoriamente dentro del área de 540 × 540 μm2, que es suficiente para aplicaciones de unión celular. Las imágenes AFM muestran que los nanopilares de hidrogel son de calidad superior y no tienen defectos. Los nanopilares muestran una distribución de tamaño estrecha tanto en altura como en diámetro. Sus nanodimensiones aseguraron su total transparencia.

Determinamos la composición química y la presencia de enlaces del PHEMA sin modificar y con nanopatrones mediante XPS y FTIR. Estas mediciones confirmaron que las propiedades del hidrogel se conservan durante la preparación. El hidrogel PHEMA elegido es un material de hidrogel común, biocompatible y no tóxico, como lo demuestran nuestras pruebas de biocompatibilidad.

La matriz puede comprender millones de nanoestructuras colocadas aleatoriamente o ordenadas a largo alcance con formas bien definidas. Las nanoestructuras en las superficies de hidrogel pueden encontrar una amplia gama de aplicaciones en ingeniería de tejidos, administración de fármacos, oftalmología e investigación en biología celular fundamental. La rápida preparación y reproducibilidad de los hidrogeles nanoestructurados podrían resultar atractivas para la industria biomédica, por ejemplo, lentes intraoculares nanoestructuradas resistentes a cataratas. La eficacia biológica de los hidrogeles de PHEMA con nanomodelos contra la contaminación de las proteínas del citoesqueleto se está evaluando in vitro en fibroblastos dérmicos humanos y será objeto de investigaciones futuras.

Lente intraocular

Metacrilato de 2-hidroxietilo

Poli(metacrilato de 2-hidroxietilo)

Dimetacrilato de etilenglicol

2,2-Dimetoxi-2-fenilacetofenona

Ultravioleta

Haz de iones enfocado

Microscopía electrónica de barrido

Fuerza atómica microscópica

espectroscopía de fotoelectrones de rayos X

Espectroscopía infrarroja por transformada de Fourier

Dispersión de rayos X de gran angular

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Descargar referencias

El autor desea agradecer al Dr. David Pavliňák por las mediciones XPS y FTIR, al Dr. Jiří Novák por el análisis WAXS y el procesamiento de datos, a la Sra. Alžběta Kecíková por las mediciones del ángulo de contacto con el agua y al Dr. Matthias Blatnik por la discusión de los resultados.

Esta investigación cuenta con el apoyo de la Universidad Tecnológica de Brno, proyecto de subvenciones internas, Reg. N° CZ.02.2.69/0.0/0.0/19_073/0016948.

CEITEC – Instituto Tecnológico de Europa Central, Universidad Tecnológica de Brno, Purkyňova 123, 612 00, Brno, República Checa

Tomáš Krajňák, Eva Černá, Tomáš Šamořil, Daniel Zicha, Lucy Vojtová y Jan Čechal

Instituto de Ingeniería Física, Universidad Tecnológica de Brno, Technická 2896/2, 616 69, Brno, República Checa

Markéta Šuráňová, Tomáš Šamořil, Daniel Zicha y Jan Čechal

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Todos los autores discutieron los resultados y participaron en la redacción del manuscrito. TK: gestión del experimento, fabricación y caracterización (AFM, FIB-SEM, XPS, código de escritura), redacción de manuscritos, E.Č.: fabricación (muestras de hidrogel, FTIR, ángulo de contacto con el agua), redacción de manuscritos, M.Š .: proponer el experimento, redacción del manuscrito, caracterización (citotoxicidad, transmisividad de la luz, fluorescencia), T.Š.: fabricación (FIB-SEM), supervisión, DZ, LV, J.Č.: proponer los experimentos, adquisición de financiación y supervisión.

Correspondencia a Tomáš Krajňák o Lucy Vojtová.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

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Krajňák, T., Černá, E., Šuráňová, M. et al. Superficies de hidrogel PHEMA con nanomodelos en molde réplica para aplicaciones oftálmicas. Informe científico 12, 14497 (2022). https://doi.org/10.1038/s41598-022-18564-3

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Recibido: 02 de abril de 2022

Aceptado: 16 de agosto de 2022

Publicado: 25 de agosto de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-022-18564-3

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